van methoden voor de identificatie van coagulase-negatieve stafylokokken
BIOCHEMISCHE KARAKTERISERING
de Vergelijking van de methoden voor de identificatie van coagulase-negatieve stafylokokken
Maria de Lourdes RS CunhaI,1; Yuri K SinzatoI; Liciana VA SilveiraII
IDepartamento de Microbiologia e Imunologia
IIDepartamento de Bioestatística, Instituto de Biociências, Universidade Estadual Paulista, 18618-000 Botucatu, SP, Brasil
ABSTRACTE
Coagulase-negatieve stafylokokken (CNS) identificatie van soorten is nog steeds moeilijk voor de meeste klinische laboratoria., Het door Kloos en Schleifer voorgestelde en door Bannerman gewijzigde schema is de referentiemethode die wordt gebruikt voor de identificatie van stafylokokkensoorten en ondersoorten; deze methode is echter relatief omslachtig voor routinematig gebruik, omdat het gebruik van een groot aantal biochemische tests vereist. Het doel van deze studie was om vier methoden te vergelijken, dat wil zeggen, de referentiemethode, het API stafylokok systeem (bioMérieux) en twee methoden gewijzigd van de referentiemethode in ons laboratorium (vereenvoudigde methode en disk methode), in de identificatie van 100 CNS stammen., Vergeleken met de referentiemethode, de vereenvoudigde methode en schijf methode correct geïdentificeerd 100 en 99% van de CNS soorten, respectievelijk, terwijl dit percentage was 84% voor de API stafylokok systeem. Onjuiste identificatie met de API stafylokok methode werd waargenomen voor Staphylococcus epidermidis (2,2%), S. hominis (25%), S. haemolyticus (37,5%) en S. warneri (47,1%)., De vereenvoudigde methode waarbij gebruik wordt gemaakt van het eenvoudige identificatieschema dat in dit onderzoek wordt voorgesteld, bleek efficiënt te zijn voor alle geteste stammen, met 100% gevoeligheid en specificiteit en bleek een Beschikbaar alternatief te zijn voor de identificatie van stafylokokken, met een hogere betrouwbaarheid en lagere kosten dan de momenteel beschikbare commerciële systemen. Deze methode zou zeer nuttig zijn in klinisch microbiologisch laboratorium, vooral op plaatsen met beperkte middelen.,
sleutelwoorden: coagulase-negatieve stafylokokken-methoden-identificatie-API stafylokokken
tot nu toe zijn veertig soorten van het geslacht Staphylococcus geïdentificeerd (Trülzsch et al. 2002, Bannerman 2003, Kwok & Chow 2003, Spergser et al. 2003). S., aureus, een coagulase-positieve soort die een reeks andere enzymen en toxinen produceert, is de bekendste en is vaak betrokken bij de etiologie van een reeks infecties en vergiftigingen bij dieren en mensen, terwijl coagulase-negatieve stafylokokken (CNS), die de meerderheid van de soorten vertegenwoordigen, als saprofytisch of zelden pathogeen worden beschouwd (Kloos & Schleifer 1975)., In de afgelopen tien jaar is het CZS echter erkend als de etiologische agentia van een reeks infectieuze processen, die de micro-organismen vertegenwoordigen die het meest worden geïsoleerd uit bloedculturen (Huebner & Goldmann 1999).
Ongeveer de helft van de CNS-soorten koloniseert van nature de mens, en momenteel worden ze beschouwd als in wezen opportunistische etiologische agentia, die in talrijke organische situaties voorkomen en ernstige infecties veroorzaken (Bannerman 2003)., Het ontstaan van CNS als pathogenen van verschillende infecties kan het gevolg zijn van het toenemende gebruik van invasieve procedures zoals intravasculaire katheters en prothesen bij patiënten die een intensieve behandeling ondergaan, immuungecompromitteerde patiënten, premature kinderen, patiënten met neoplasieën en transplantatiepatiënten (Kloos & Bannerman 1994).
de soorten die het vaakst ziekten bij de mens veroorzaken zijn S., epidermidis (bacteriëmie, infecties door geïmplanteerde medische hulpmiddelen zoals prothesen en katheters, infectie van chirurgische wonden, peritonitis bij patiënten die continue peritoneale dialyse ondergaan, osteomyelitis, endoftalmitis enz.), S. haemolyticus (endocarditis, peritonitis, septikemie, en infecties van de urinewegen, wonden, bot, en gewrichten), en S. saprofyticus (urine-infecties en septicemische processen). Andere belangrijke opportunistische pathogenen zijn S. hominis, S. warneri, S. capitis, S. simulans, S. cohnii, S. xylosus en S. saccharolyticus (Bannerman 2003). S., lugdunensis lijkt geassocieerd te zijn met endocarditis na implantatie van prothese kleppen, met peritonitis, met infectie van weke delen en met wervele osteomyelitis (Osmon et al. 2000).
gezien het bekende pathogene potentieel van het CZS in de ziekenhuisomgeving, is de belangstelling voor de verscheidenheid aan soorten die verband houden met infectie en hun toxigene potentieel en virulentie de afgelopen tien jaar toegenomen en heeft dit geleid tot de publicatie van verschillende studies over deze aspecten., Nochtans, ondanks de groeiende karakterisering van CNS besmettingen, worden deze micro-organismen niet geà dentificeerd in klinische microbiologielaboratoria. Het door Kloos en Schleifer (1975) voorgestelde en door Bannerman (2003) gewijzigde schema is de gebruikelijke methode; Deze methode is echter relatief omslachtig voor routinematig gebruik omdat een groot aantal biochemische tests vereist zijn., In de meeste routinelaboratoria worden stafylokokken geà dentificeerd op basis van morfologische aspecten van de kolonies, gramkleuring en catalase-en coagulaseproductie, die alleen de classificatie van stafylokokken in S. aureus-en niet-S. aureus-isolaten toestaan, waarbij de laatste eenvoudigweg als CNS worden geclassificeerd.
de ontwikkeling van methoden voor de identificatie van Staphylococcus soorten en ondersoorten stelt clinici in staat informatie te verkrijgen over de verscheidenheid van CNS aanwezig in klinische specimens en deze te beschouwen als etiologische agentia van infectieuze processen., Nauwkeurige identificatie van het CZS is nodig om een vroege voorspelling te hebben van de potentiële pathogeniteit of gevoeligheid voor antibiotica van elk klinisch isolaat en om de klinische significantie van elke diersoort te verduidelijken. Herhaalde CZS-isolaten van patiënten met invasieve ziekten moeten worden geïdentificeerd om een vergelijking van de stammen mogelijk te maken. Aan de andere kant is de identificatie van soorten een eerste vereiste voordat typeringsprocedures voor epidemiologisch onderzoek worden uitgevoerd.,
in de afgelopen jaren zijn verschillende commerciële systemen voor de snelle identificatie van stafylokokken ontwikkeld als alternatief voor de klassieke identificatieprotocollen (Bannerman 2003). Deze diagnostische systemen leveren echter problemen op, zoals kosten en incubatietijd, en leveren vaak onbetrouwbare resultaten op (Grant et al. 1994, Perl et al. 1994). Bovendien werden veel van deze kits ontworpen voor de identificatie van alle bekende CNS-soorten (d.w.z. klinische, veterinaire en voedingsisolaten) en zijn ze dus niet erg specifiek., Op basis van bovenstaande overwegingen en met het oog op de noodzaak van snelle, eenvoudige en betrouwbare methoden, was het doel van deze studie vier technieken voor de identificatie van CNS te vergelijken, namelijk een referentiemethode (Kloos & Schleifer 1975, Bannerman 2003), het commerciële API stafylokok-systeem, en twee methoden aangepast van de referentiemethode in ons laboratorium om alternatieve identificatiemethoden te ontwikkelen die eenvoud, betrouwbaarheid en lage kosten combineren, vooral voor plaatsen met beperkte middelen.,
materialen en methoden
isolaten – honderd CNS isolaten verkregen uit klinische specimens van patiënten die in het Universitair Ziekenhuis van de Faculteit der Geneeskunde, Universidade Estadual Paulista (Unesp), Botucatu Campus, werden onderzocht. Stammen werden geïsoleerd zoals beschreven door Koneman et al. (1997).
identificatie van CNS-de isolaten verkregen uit klinische specimens werden op bloedagar en gram gekleurd om hun zuiverheid en het behoud van hun morfologie en specifieke kleuring te garanderen., Na bevestiging van deze eigenschappen werden de isolaten onderworpen aan de catalase-en coagulasetests. Staphylococcus werd onderscheiden van Micrococcussoorten op basis van de oxidatie en fermentatie van glucose, resistentie tegen bacitracine (0,04 U) aangegeven door afwezigheid van een inhibitiehalo of aanwezigheid van een inhibitiehalo met een diameter tot 9 mm, en gevoeligheid voor furazolidon (100 µg) gekarakteriseerd door inhibitiezones met een diameter van 15 tot 35 mm (Baker 1984).
De vier hieronder beschreven methoden werden gebruikt voor de identificatie van het CZS., De volgende internationale REFERENTIESTAMMEN van het centraal zenuwstelsel werden als controlegroep gebruikt: S. epidermidis (ATCC 12228), S. simulans (ATCC 27851), S. warneri (ATCC 10209), S. xylosus (ATCC 29979) en S. saprofyticus (ATCC 15305).,
referentiemethode voorgesteld door Kloos en Schleifer (1975) en Bannerman (2003) – deze methode bestaat uit een reeks biochemische tests die het gebruik van de suikers xylose, arabinose, sucrose, trehalose, maltose, mannitol, lactose, xylitol, ribose, fructose en mannose, productie van hemolysine, nitraatreductie, aanwezigheid van urease en ornithinedecarboxylase en resistentie tegen novobiocine bepalen, gekarakteriseerd door een inhibitiehalo van maximaal 16 mm. 24, 48 en 72 uur incubatie bij 37ºC in een lucht incubator.,
API stafylokok-het API stafylokok systeem (bioMérieux) is een gebruiksklare testbatterij bestaande uit 20 biochemische tests waaraan een homogene bacteriële suspensie met een troebelheid van 0,5 McFarland wordt toegevoegd. Na 24 uur incubatie bij 37ºC en toevoeging van de VP (VP1 en VP2), NIT (NIT1 en NIT2) en PAL (ZYM A en ZYM B) reagentia bij de kit, werden de reacties geïnterpreteerd en werden micro-organismen geïdentificeerd met behulp van de analytische catalogus., De identificatie is gebaseerd op een numeriek systeem bestaande uit zeven cijfers dat een procentuele identificatie (%ID) oplevert, waarbij een waarde > 80% aanvaardbaar is.
gewijzigde methoden-er werden twee identificatiemethoden gebruikt die in ons laboratorium werden aangepast (vereenvoudigde methode en schijfmethode). De vereenvoudigde methode werd in twee stappen opgedeeld. Tijdens de eerste stap werden fermentatie van xylose, sucrose, trehalose, maltose en mannitol, productie van hemolysine en anaërobe groei in thioglycolaat getest (tabel I)., De in de tweede stap gebruikte tests varieerden naar gelang van de resultaten van de eerste identificatiestap na 72 uur incubatie bij 37ºC. De aanvullende tests die tijdens de tweede stap werden gebruikt (indien nodig) zijn gespecificeerd in Tabel II.
De schijfmethode bestond uit de volgende tests: fermentatie van arabinose, sucrose, trehalose, maltose, mannitol en lactose, nitraatreductie, productie van hemolysine, tests op urease en ornithinedecarboxylase en resistentie tegen novobiocin., Voor de suikerfermentatietest werden in de handel verkrijgbare schijven specifiek voor elke suiker geplaatst in tubes met 2,5 ml paarse bouillon basismedium. Bacteriesuspensies werden geïnoculeerd zoals beschreven door Kloos en Schleifer (1975). De metingen voor de twee methoden werden verkregen na 24, 48 en 72 uur incubatie bij 37ºC, en CNS-soorten werden geïdentificeerd volgens het in de figuur voorgestelde identificatieschema.,
statistische analyse – om de mate van overeenstemming te bepalen tussen de methoden die worden gebruikt voor de identificatie van CNS (vereenvoudigde methode, disk methode en API Staph) en de referentiemethode (Kloos& Schleifer 1975, Bannerman 2003), werden de gevoeligheid en specificiteit van de tests (Sox 1986) als volgt beoordeeld.,
gevoeligheid: percentage CNS-stammen dat met de referentiemethode positief is getest op een bepaalde soort en die met de geanalyseerde methode als dezelfde soort zijn geïdentificeerd (vereenvoudigde methode, schijf of API stafylokok).
specificiteit: percentage CZS-stammen dat met de referentiemethode negatief testte op een bepaalde soort en dat ook negatief was voor dezelfde soort wanneer het met de geanalyseerde methode werd getest (vereenvoudigde methode, schijf of API stafylokok).
resultaten
de 100 Staphylococcus isolaten werden getest volgens de vier voorgestelde methoden., De resultaten verkregen met de referentiemethode (Kloos & Schleifer 1975, Bannerman 2003) werden vergeleken met die verkregen met de gewijzigde methoden en het API Staph-systeem.
tabel III toont de overeenstemming in identificatie tussen de geanalyseerde tests en de referentiemethode. De vereenvoudigde methode en de schijf methode toonde 100 en 99% positiviteit in vergelijking met de referentiemethode, terwijl dit percentage was 84% voor de API stafylokok systeem. Van de 16 isolaten met onenigheid van identificatie door de API stafylokok methode, 10 (62.,5%) met een correcte identificatie, maar met een %ID van 7,1 tot 31%, lager dan de aanvaardbare waarde.
De in twee stappen uitgevoerde vereenvoudigde methode verschilde niet van de referentiemethode wat betreft de identificatie van CNS-soorten. In tegenstelling tot de andere methoden vertoonde de schijfmethode een onjuiste identificatie en identificeerde zij ten onrechte een stam van S. hominis (6,5%) vanwege de niet-fermentatie van sucrose op de schijf, wat leidde tot de classificatie van deze stam Als S. caprae. Bij de andere soorten werd geen incongruentie waargenomen.,
Het grootste verschil werd waargenomen tussen de referentiemethode en de API Stafylokok systeem, waarbij de laatste methode is niet nauwkeurig te identificeren, 1 S. epidermidis stam (aangeduid als S. lugdunensis), 3 S. haemolyticus stammen (2 aangeduid als S. aureus en 1 S. hominis), 4 S. hominis stammen (2 aangeduid als S. lugdunensis, 1 S. haemolyticus en 1, zoals S. aureus), en 8 S. warneri stam (3 aangeduid als S. lugdunensis, 2 S. haemolyticus, 2 S. hominis en 1 S. saprophyticus) (Tabel III).,
discussie
CNS zijn de micro-organismen die het vaakst uit bloedculturen worden geïsoleerd, die in veel ontwikkelingslanden een ernstig gezondheidsprobleem vertegenwoordigen en ook ontwikkeld zijn (Renneberg et al. 1995). Sommige studies suggereren een verband tussen S. epidermidis en nosocomiale infecties (Vuong & Otto 2002) waarbij deze soort werd geïdentificeerd bij 74 tot 92% van de patiënten met door CZS veroorzaakte BACTEREMIEËN (Martin et al. 1989). Echter, andere studies hebben gemeld een reeks van infecties veroorzaakt door andere CNS species (Herwaldt et al. 1996), voornamelijk S., haemolyticus, de op één na meest aangetroffen soort (Bannerman 2003). Aangezien CNS de etiologische agentia van een reeks infectieuze processen zijn, is de identificatie van deze micro-organismen belangrijk voor de bepaling van hun fysiopathologische kenmerken en klinisch belang en voor epidemiologische studies, en heeft geleid tot de publicatie van verschillende studies die identificatiemethoden voor deze bacteriën analyseren (Knapp & Washington 1989, Bannerman et al. 1993, Piccolomini et al. 1994, Renneberg et al. 1995, Ieven 1995, de Paulis et al. 2003).,
in deze studie leverden de in ons laboratorium gewijzigde methoden goede resultaten op in termen van de correcte classificatie van CNS-soorten in vergelijking met de referentiemethode, waarbij 100% overeenstemming werd bereikt voor de vereenvoudigde gewijzigde methode en 99% overeenstemming voor de schijfmethode.
de vereenvoudigde methode met behulp van de hier voorgestelde identificatie (figuur) leidde tot de identificatie van S. epidermidis, S. hominis, S. xylosus, S. capitis en S. simulans in één stap, waarbij in totaal zeven biochemische tests werden gebruikt, een aantal dat lager is dan het aantal dat bij de referentiemethode wordt gebruikt (16 tests)., Aangezien S. epidermidis de meest geïsoleerde soort is, kan 70 tot 90% van de in het klinisch laboratorium geïsoleerde stammen (Bannerman 2003) worden geïdentificeerd met behulp van een beperkt aantal tests.
wat de incubatietijd betreft, toonden de resultaten aan dat 91% van de in de studie geanalyseerde stammen de soortspecifieke suiker binnen 48 uur na incubatie bij 37 ° C gistten., De andere stammen (9%) testten positief voor de fermentatie van bepaalde suikers na 72 uur incubatie, wat het belang aantoont van een incubatie van de suikerfermentatietests van ten minste 72 uur om deze micro-organismen correct te identificeren.
voor de identificatie van S. cohnii, S. schleiferi subspecies schleiferi, S. caprae, S. warneri, S. haemolyticus, S. saprophyticus en S. lugdunensis moesten twee of drie aanvullende biochemische tests worden uitgevoerd, de tweede stap genoemd, die varieerden naargelang het resultaat dat werd verkregen bij de eerste stap van de vereenvoudigde methode., 20 (37,7%) stammen die de tweede stap nodig hadden om hun gefermenteerde trehalose binnen 24 uur te identificeren, zodat de aanvullende tests vooraf konden worden voortgezet. Er was een langere tijd nodig om S. cohnii, S. schleiferi subspecies schleiferi en S. caprae te identificeren, aangezien de tweede stap die nodig was voor de identificatie van deze soorten de nitraatreductietest omvatte waarvan het resultaat pas na 48 uur beschikbaar is. dit feit leidt echter niet tot een vertraging in de diagnose van CNS, aangezien de frequentie van deze soorten in klinische monsters laag is.,
De schijfmethode bleek ook zeer efficiënt en praktisch omdat hiervoor geen voorafgaande bereiding van suikers nodig is, waardoor het verlies van kweekmedia wordt voorkomen, naast het bereiken van hoge overeenstemming over de identificatie van CNS met de referentiemethode. de commerciële API Staph kit toonde de laagste nauwkeurigheid in de identificatie van CNS onder de bestudeerde methoden (84% akkoord), in overeenstemming met de studies van (Bannerman et al. 1993, Renneberg et al. 1995).
S. warneri en S. hominis waren de moeilijkst te identificeren soorten. Bannerman et al., (1993) rapporteerde ook een lagere nauwkeurigheid in de identificatie van deze soorten. In de studie van Ieven et al. (1995), S. hominis werd geïdentificeerd met de minste nauwkeurigheid door de API ID 32 Staph systeem. Deze bevinding kan worden verklaard door het ontbreken van aanvullende tests zoals novobiocinresistentie, anaërobe groei bij thioglycolaat en hemolysineproductie.
in het geval van S., haemolyticus, onjuiste identificatie door de API stafylokok systeem kan worden verklaard door het feit dat de kit niet hemolysin productie suggereren als een aanvullende test, die essentieel zou zijn voor de identificatie van S. haemolyticus stammen.
drie (3%) van de 100 door het API stafylokok systeem geanalyseerde stammen werden geïdentificeerd als S. aureus, een feit dat ook door Renneberg et al. (1995). De kit bleek in deze gevallen inefficiënt te zijn omdat het niet om het resultaat van de fundamentele en meest algemeen aanvaarde test voor de identificatie van S. aureus vroeg, d.w.z.,, de coagulasetest (Koneman et al. 1997).
volgens Piccolomini et al. (1994), de lage overeenkomst tussen de API stafylokok en de traditionele biochemische test voor de identificatie van CNS kan worden verklaard door het gebruik van verschillende incubatietijden, substraatconcentraties en/of gevoeligheid markers.,
concluderend werd vastgesteld dat de twee in ons laboratorium gewijzigde methoden zeer efficiënt waren voor routinematig gebruik vanwege hun hoge gevoeligheid en specificiteit in vergelijking met de referentiemethode, naast het vereisen van minder tests en dus zuiniger en sneller dan de standaardmethode. Ondanks een kortere incubatietijd (18 uur), toonde het API stafylokok systeem een lagere gevoeligheid bij de identificatie van sommige soorten., Ongetwijfeld zal de identificatie van CNS-soorten vergemakkelijkt en aangemoedigd worden door de beschikbaarheid van een eenvoudige, goedkope en nauwkeurige procedure, vooral op plaatsen met beperkte middelen.
bevestigingen
aan bioMérieux voor de donatie van de API Staph kits die in dit onderzoek worden gebruikt.
Baker JS 1984. Vergelijking van verschillende methoden voor differentiatie van stafylokokken en microkokken. J Clin Microbiol 19: 875-879.
Bannerman TL 2003. Staphylococcus, Micrococcus, en andere catalase-positieve cocci die aerobisch groeien., In PR Murray, EJ Baron, JH Jorgensen, MA Pfaller, RH Yolken (eds), Manual of Clinical Microbiology, American Society Microbiology, Washington, p. 384-404.
Bannerman TL, Kleeman KT, Kloos WE 1993. Evaluatie van de Vitek Systems Gram-positieve identificatiekaart voor soortidentificatie van coagulase-negatieve stafylokokken. J Clin Microbiol 31: 1322-1325.
De Paulis AN, Predari S, CHAZARRETA CD, Santoianni JE 2003. Vijf-test eenvoudig schema voor soortniveau identificatie van klinisch significante coagulase-negatieve stafylokokken. J Clin Microbiol 41: 1219-1224.,
Grant CE, Sewell DL, Pfaller M, Bumgardner RVS, Willians JA 1994. Evaluatie van twee commerciële systemen voor de identificatie van coagulase-negatieve Staphylococcus tot species niveau. Diag Microbiol Infecteren Dis 18: 1-5.
Herwaldt LA, Geiss M, Kao C, Pfaller m 1996. De positieve waarde van het isoleren van coagulase-negatieve stafylokokken uit bloedculturen. Clin Infecteert Dis 22: 14-20.
Huebner J, Goldmann DA 1999. Coagulase-negatieve stafylokokken: rol als pathogenen. Annu Rev Med 50: 223-236.
Ieven M, Verhoeven J, Pattyn SR, Goossens h 1995., Snelle en economische methode voor soortidentificatie van klinisch significante coagulase-negatieve stafylokokken. J Clin Microbiol 33: 1060-1063.
Kloos WE, Bannerman TL 1994. Update over de klinische significantie van coagulase-negatieve stafylokokken. Clin Microbiol Rev 7: 117-140.
Kloos WE, Schleifer kh 1975. Vereenvoudigd schema voor routinematige identificatie van Humane Staphylococcus-soorten. J Clin Microbiol 1: 82-88.
Knapp CC, Washington JA 1989., Evaluatie van trehalose-mannitolbouillon voor differentiatie van Staphylococcus epidermidis van andere coagulase-negatieve Staphylococcus species. J Clin Microbiol 27: 2624-2626.
Koneman EW, Allen SD, Janda WM, Schreckenberger PC, Winn Jr WC 1997. Kleurenatlas en leerboek van diagnostische Microbiologie, 5e ed., Lippincott, Philadelphia, 1395 pp.
Kwok AYC, Chow AW 2003. Fylogenetische studie van Staphylococcus en Macrococcus species gebaseerd op partiële hsp60 gensequenties. Int J Syst Evol Microbiol 53: 87-92.
Martin MA, Pfaller MA, Wenzel RP 1989., Coagulase-negative staphylococcal bacteremia. Ann Intern Med 110: 9-16.
Osmon DR, Sampathkumar P, Cockerill FR 2000. Prosthetic joint infection due to Staphylococcus lugdunensis. Mayo Clinic Proceedings 75: 511-512.
Perl TM, Rhomberg PR, Bale MJ, Fuchs PC, Jones RN, Koontz FP, Pfaller MA 1994. Comparison of identification systems for Staphylococcus epidermidis and other coagulase-negative Staphylococcus species. Diag Microbiol Infect Dis 18: 151-155.
Piccolomini R, Catamo G, Picciani C, D”Antonio D 1994., Evaluatie van stafylokokken-Systeem 18-R voor identificatie van Staphylococcus klinische isolaten tot species niveau. J Clin Microbiol 32: 649-653.
Renneberg J, Rieneck K, Gutschik E 1995. Evaluatie van Staph ID systeem en Staph ZYM systeem voor de identificatie van coagulase-negatieve stafylokokken. J Clin Microbiol 33: 1150-1153.
Sox HC 1986. Kansrekening bij het gebruik van diagnostische tests. Een inleiding tot kritische literatuurstudie. Ann Intern Med 104: 60-66.
Trülzsch K, Rinder H, Trèek J, Bader L, Wilhelm u, Heesemann J 2002., “Staphylococcus pettenkoferi”, a novel staphylococcal species isolated from clinical specimens. Diag Microbiol Infect Dis 43: 175-182.
Vuong C, Otto M 2002. Staphylococcus epidermidis infections. Microb Infect 4: 481-489.